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液体活检是一种微创方法，也是一种非常强大的癌症实时随访临床工具，克服了组织活检的许多局限性。基于血浆的ctDNA甲基化检测具有很强的癌症早筛潜力，因为它可以在癌症发生的早期检测到。
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癌症是导致人类死亡的主要原因之一。尽管早筛早诊早治是改善癌症患者预后的最有效方法之一，但癌症早筛仍然具有很大挑战性。目前，临床上的肿瘤筛查手段（影像、肿标等）并不完全可靠，灵敏度有限，并且依从性较低，对于大多数的癌症类型，非侵入性的癌症早筛工具很少。
受到这些因素的影响，科学家和临床医生将注意力转向液体活检，将其作为一种新的无创或微创筛查手段，用于不同癌症的早筛。
液体活检作为一种新的诊断概念于2010年被引入，1 用于分析癌症患者血液中的循环肿瘤细胞（CTC），现在已扩展到分析循环肿瘤衍生因子，比如循环肿瘤DNA（ctDNA），细胞外囊泡（EVs）和肿瘤教化血小板（TEP）。在这些分析物中，研究最多和应用最广的是ctDNA，它是由肿瘤细胞释放到血液循环中的DNA片段。随着NGS技术的发展，ctDNA已成为一种廉价、无创的癌症早筛标志物。
液体活检常见分析生物标志物
有证据表明，早在癌症临床诊断的前2年，就可以在个体的ctDNA中检测到基因突变。2然而，早期癌症患者的ctDNA突变检测存在几个关键的挑战：1）早期癌症患者的ctDNA水平通常远低于晚期癌症患者（LoD需达到0.01%~0.1%或更低）；2）与tumor-informed MRD检测不同，不存在肿瘤组织先验的可能，因此无法知道个体肿瘤中可能存在哪些特定的突变并提前去监控ctDNA；3）良性组织中可能出现癌症相关突变，从而导致潜在的假阳性（如良性色素痣中存在BRAF V600突变）；4）cfDNA中检测的突变可能来源于克隆性造血（CHIP）突变，该CHIP突变将随着年龄的增长呈指数增长（10-15%的70岁以上患者会出现CHIP突变）；5）ctDNA突变分析本身无法准确提供潜在肿瘤起源或特定器官部位信息（如TP53和KRAS突变存在多种癌症中）。
与ctDNA突变检测相比，ctDNA甲基化表现出更强特异性，并且具有组织可溯源等优势，在癌症早筛方向有着巨大的应用前景。
ctDNA甲基化与癌症早筛
DNA甲基化是细胞用来调节基因表达的表观遗传机制之一，3 它在不改变碱基序列的情况下，参与调控蛋白质合成的多少。
在癌细胞中，DNA甲基化模式被破坏，肿瘤抑癌基因启动子区域发生高甲基化（抑癌基因表达下调）或致癌基因启动子区域发生低甲基化（致癌基因表达增加）。4
据报道，血浆ctDNA甲基化水平与原发肿瘤中甲基化水平一致。并且，在多种癌症类型中普遍观察到广泛的甲基化改变，某些组织来源的肿瘤显示出特定的甲基化模式。5 因此，基于血浆ctDNA甲基化的癌症早筛具有几个潜在的优势：1）ctDNA突变检测侧重于有限数量基因的变化，因此该技术不仅受到分析灵敏度和特异性的限制，而且还受到单管血液中存在的癌症基因组绝对数量的限制。如果单次抽血中没有来自特定突变位点的ctDNA片段，那么无论多么完美的技术都无法识别癌症的存在。鉴于大多数癌症中普遍观察到广泛的甲基化改变，评估数千个CpG位点增加了在给定血液样本中检测到肿瘤衍生DNA的机会。2）甲基化模式通常反映特定癌症的表观遗传起源，并已被用于揭示原发灶不明癌（CUP）的组织溯源。
ctDNA甲基化泛癌早筛的开发，通常会先挖掘癌症基因组图谱（TCGA；https://cancergenome.nih.gov）数据库，确定数十种肿瘤类型中经常出现的数千-数万个高甲基化CpG位点。然后，排除对照健康体cfDNA中甲基化的CpG位点，得到最终数千或数万个CpG位点进行分析，并在杂交捕获前对亚硫酸氢盐处理的cfDNA进行全基因组扩增，以保护分子多样性免受限量cfDNA输入的影响。最后，使用一种新算法分析CpG位点的测序数据，以确定每个样本的单一甲基化评分。
血浆ctDNA靶向甲基化检测分析和癌症早筛和溯源
用于ctDNA甲基化标记的分析方法主要包括两种：1）基于亚硫酸氢盐（SB）处理后的PCR方法，包括甲基化特异性PCR（MSP），实时MSP（RT-MSP）和数字微滴MSP（ddMSP）：亚硫酸氢盐（SB）处理后的PCR将所有非甲基化胞嘧啶（C）转化为尿嘧啶（U），随后通过PCR转化为胸腺嘧啶（T）进行检测；2）基于大规模组学方法，包括全基因组甲基化测序（WGBS），焦磷酸测序，高度多重靶向NGS测序和亚硫酸氢盐测序等。
ctDNA甲基化分析的主要两种方法
最后，需要提及的就是人工智能（AI）和机器学习（ML）对癌症中ctDNA甲基化模型的解码加持。成功的ctDNA甲基化生物标志物的开发需要特定的测试性能阈值和精确的临床效用。多年来，Laboratory for Advanced Medicine（LAM），Freenome，Grail 和 Exact Sciences 等公司一直在实施 AI 和 ML 算法，并利用数据科学的力量来识别和验证癌症特异性DNA甲基化标记。此外，AI 和 ML 的应用已经在基于液体活检的癌症护理中发挥着重要作用，并显著加快了分析大量数据的过程，以提供更快、更明智的决策。6
ctDNA甲基化与乳腺癌早筛
根据最近基于14项研究的评论，ctDNA甲基化分析对于乳腺癌早筛和复发都非常有希望。7 SPAG6、NKX2-6、ITIH5和PER1的甲基化可在早期乳腺癌的血浆ctDNA中检测到。8
另一项研究评估了乳腺癌患者原发组织和7个基因ctDNA甲基化（APC、BRCA1、CCND2、FOXA1、PSAT1、RASSF1A和SCGB3A1），根据报告结果，APC、FOXA1、RASSF1A或SCGB3A1的甲基化可以以 95%的准确度区分非癌组织和癌组织。9此外，另一项研究显示，通过ddPCR分析ctDNA甲基化改变可进行乳腺癌早筛，结果准确，可与乳房X光筛查相媲美。10
ctDNA甲基化与前列腺癌早筛
迄今为止，已开发多种前列腺癌抗原（PSA）诊断检测，以改善前列腺癌的早期筛查，然而，仍需要具有更好特异性和灵敏度的微创检测来进一步改进诊断和风险分层。ctDNA甲基化有望用于前列腺癌早筛，因为它们具有微创、高度特异性，并且可以在早期阶段检测到。
一项研究表明，检测血浆ctDNA中的MCAM、ERα和ERβ基因启动子甲基化可作为早期检测前列腺癌的联合生物标志物，其灵敏度和特异性几乎等同并优于血清PSA检测。11
ctDNA甲基化与肺癌早筛
在过去的20年中，大量研究表明表观遗传改变在肺癌中的重要性。特定基因的DNA甲基化已被证明在肺癌发病机制中发挥重要作用，并且可以作为早筛的生物标记物。
基于血浆的癌症特异性ctDNA甲基化标志物检测可为肺癌早筛提供一种经济有效的检测方法，并用于无创诊断和监测。最近一篇关于开发肺癌早筛生物标记物的主要方法的综述，考虑到罕见肿瘤事件的检测，将重点关注在血浆和痰液中基于DNA甲基化的检测。12 在最近的另一项研究中，利用DNA甲基化特异性qPCR分析NSCLC患者血浆中的ctDNA甲基化标记物，能够以较高的灵敏度和特异性将肺癌患者与健康对照区分开来。13
ctDNA甲基化与结直肠癌早筛
在结直肠癌中，基于实时MSP方法检测血浆ctDNA样本中Septin9甲基化已获FDA批准用于CRC的筛查，但是仍应通过结肠镜检查或乙状结肠镜检测来验证阳性结果。
无监督聚类表明ctDNA甲基化模式可以区分晚期结直肠癌与健康对照。14 在最近的另一项研究中，发现基于血浆ctDNA的11个甲基化标志物模型可稳健检出早期结直肠癌患者或晚期腺瘤患者。15 ctDNA甲基化标记物对于开发基于血液的结直肠癌液体活检筛查检测非常有希望。16,17,18
ctDNA甲基化分析有可能改善癌症早筛模式，并在常规临床环境中以可接受成本的高特异性和灵敏度来进行癌症筛查，从而显著降低癌症相关死亡率。此外，需要进一步的研究来确定哪些ctDNA甲基化标记在应用于大量群体患者时最准确，以及是否需要与ctDNA突变检测一起进行评估，以改进癌症早筛的检测策略。
全世界的研究实验室都在努力开发基于ctDNA甲基化的癌症早筛产品，并且一些技术发展迅速，可以直接应用于ctDNA甲基化生物标志物的发现和验证。
参考资料：
1.Pantel K & Alix-Panabières C (2010) Circulating tumour cells in cancer patients: challenges and perspectives. Trends Mol Med 16, 398–406.
2.Gormally, E. et al (2006). TP53 and KRAS2 mutations in plasma DNA of healthy subjects and subsequent cancer occurrence: A prospective study Cancer Research, 66(13), 6871–6876.
3.Jones PA (2012) Functions of DNA methylation: islands, start sites, gene bodies and beyond. Nat Rev Genet 13, 484–492.
4.Phillips T. The role of methylation in gene expression. Nat. Educ. 2008;1:116.
5.Leygo C, Williams M, Jin HC. et al. DNA methylation as a noninvasive epigenetic biomarker for the detection of cancer. Dis Markers. 2017; 2017: 3726595.
6.Holder LB, Haque MM, Skinner MK. Machine learning for epigenetics and future medical applications. Epigenetics. 2017;12(7):505–514.
7.Cheuk IW, Shin VY & Kwong A (2017) Detection of methylated circulating DNA as noninvasive biomarkers for breast cancer diagnosis. J Breast Cancer 20, 12– 19.
8.Mijnes J, Tiedemann J, Eschenbruch J, Gasthaus J, Bringezu S, Bauerschlag D, Maass N, Arnold N, Weimer J, Anzeneder T et al. (2019) SNiPER: a novel hypermethylation biomarker panel for liquid biopsy based early breast cancer detection. Oncotarget 10, 6494– 6508.
9.Salta S, Nunes P, Fontes-Sousa M, Lopes P, Freitas M, Caldas M, Antunes L, Castro F, Antunes P, Palma de Sousa S et al. (2018) A DNA methylation-based test for breast cancer detection in circulating cell-free DNA. J Clin Med 7, 420.
10.Uehiro N, Sato F, Pu F, Tanaka S, Kawashima M, Kawaguchi K, Sugimoto M, Saji S & Toi M(2016) Circulating cell-free DNA-based epigenetic assay can detect early breast cancer. Breast Cancer Res 18, 129.
11.Brait M, Banerjee M, Maldonado L, Ooki A, Loyo M, Guida E, Izumchenko E, Mangold L, Humphreys E, Rosenbaum E et al. (2017) Promoter methylation of MCAM, ERα and ERβ in serum of early stage prostate cancer patients. Oncotarget 8, 15431– 15440.
12.Herman JG & Farooq M (2020) Noninvasive diagnostics for early detection of lung cancer: challenges and potential with a focus on changes in DNA methylation. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev 29, 2416– 2422.
13.Vrba L, Oshiro MM, Kim SS, Garland LL, Placencia C, Mahadevan D, Nelson MA & Futscher BW(2020) DNA methylation biomarkers discovered in silico detect cancer in liquid biopsies from non-small cell lung cancer patients. Epigenetics 15, 419– 430.
14.Gallardo-Gómez M, Moran S, Páez de la Cadena M, Martínez-Zorzano VS, Rodríguez-Berrocal FJ, Rodríguez-Girondo M, Esteller M, Cubiella J, Bujanda L, Castells A et al. (2018) A new approach to epigenome-wide discovery of non-invasive methylation biomarkers for colorectal cancer screening in circulating cell-free DNA using pooled samples. Clin Epigenetics 10, 53.
15.Wu X, Zhang Y, Hu T, et al. A novel cell-free DNA methylation-based model improves the early detection of colorectal cancer. Mol Oncol. 2021;15(10):2702-2714.
16.Petit J, Carroll G, Gould T, Pockney P, Dun M & Scott RJ (2018) Cell-free DNA as a diagnostic blood-based biomarker for colorectal cancer: a systematic review. J Surg Res 236, 184– 197.
17.Worm Ørntoft MB (2018) Review of blood-based colorectal cancer screening: how far are circulating cell-free DNA methylation markers from clinical implementation? Clin Colorectal Cancer17, e415– e433.
18.Danese E, Montagnana M & Lippi G (2019) Circulating molecular biomarkers for screening or early diagnosis of colorectal cancer: which is ready for prime time? Ann Transl Med 7, 610.
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